Equisetum arvense L. / Cola de caballo

Mª. Andrea Escárcega, Blanca del Noval, Diego Prado

Resumen:

En BCulinaryLAB, la recolección, catalogación y la investigación de hierbas silvestres; con el fin de

desarrollar nuevos productos e investigar nuevas aplicaciones gastronómicas, representa una de las líneas de investigación más importantes.

Dentro del catálogo actual, se encuentra la familia de las equicetáceas, una de las hierbas más comunes y, a su vez, menos utilizadas en la actualidad. Conocidas en la antigüedad por sus múltiples virtudes medicinales; y aún utilizadas en la actualidad como parte de la culinaria común, aunque en menor medida, en países como Japón.

 

Introducción:

La familia de las equicetáceas, también conocida como la familia de las colas de caballo, es una familia fácilmente diferenciada por su morfología y apreciada, además, por ser de fácil acceso debido a que se encuentra en casi cualquier parte del mundo.

Corresponde a un grupo de plantas articuladas, es decir, compuestas por nódulos fácilmente distinguibles y desprendibles entre sí (Quer, 1962; Meuninck, 2013) que, como parte de los organismos pteridófitos, se reproduce por medio de esporas, al igual que los helechos (Marzocca, 1985; Quer, 1962).

Es una familia reconocida por ser la única sobreviviente del orden Equisetales y la clase Sphenopsida (Sandhu et al, 2010), por lo que su estructura es inusual comparada con otras especies de plantas, antófitas y pteridófitas por igual.  Está compuesta, además, por un solo género, Equisetum, compuesto a su vez por alrededor de 30 especies, entre las cuales encontramos el Equisetum arvense L., reconocido por sus diversas propiedades curativas (Sandhu et al, 2010; Ehrlich, 2015).

Descripción morfológica:

El Equisetum arvense L., comúnmente conocido como cola de caballo, presenta una morfología claramente divisible en dos partes (Quer, 1962):

La primera, subterránea, corresponde a un rizoma largo y articulado, con raíces adventicias brotando de los nódulos, y pequeños cuerpos tuberosos de color negro intenso, similares a la patata (pfaf.org, 2012; Mabberley, 1997).

La segunda, aérea, corresponde a la parte herbácea de la planta, dividida en dos tallos: uno fértil y otro infértil; fácilmente diferenciables. El tallo fértil, crece erecto pudiendo alcanzar hasta 30 cm de altura. Son gruesos, sin ramas y de textura suculenta, similar a un esparrago, y de color pardo blanquecino. Estos tallos son coronados por los esporangios, en forma de una espiga de aproximadamente 4 cm de longitud.

El tallo estéril, crece erecto y notoriamente más largo que su compañero fértil, pudiendo llegar hasta los 50 cm de altura. Se dividen en, rara vez más de 20 articulaciones rodeadas por ramas erectas.

Las hojas de la planta, como todas las especies del género Equisetum, son diminutas, reducidas a pequeñas escamas que recubren ambos tallos con sus respectivas coloraciones, y las ramas en el caso de los tallos estériles (Quer, 1962; Sandhu et al, 2010; pfaf.org, 2012).

Clasificación botánica / taxa:

Su clasificación taxonómica es como se desarrolla a continuación.

Reino Plantae
Sub-reino Tracheophyta
Súper-división Pteridophyta
División Equisetophyla
Clase Sphenopsida
Sub-clase Equisetidae
Orden Equisetales
Familia Equisetaceae
Género Equisetum L.
Especie E. arvense L.

Figura 1. Taxa del Equisetum arvense L. (Sandhu et al, 2010)

Cabe mencionar que la familia de las equisetáceas, deriva de una familia primitiva arbórea de aproximadamente hace 400 millones de años, cuya existencia conocemos únicamente a través de restos fósiles del Paleozoico. (Ehrlich, 2015; Runyon, 2007).

Distribución:

El Equisetum arvense L. es nativo del hemisferio norte del Planeta, por lo que es posible encontrarlo en toda la Península (Quer, 1962; Mabberley, 1997; Sandhu et al, 2010). Sin embargo, es más común y abundante en la mitad septentrional de la misma (Quer, 1962); situándose en bioclimas de piso termomediterráneo y piso supramediterráneo, según la clasificación de Rivas-Martínez.

Hábitats:

Como su nombre científico lo indica con el término arvense, las colas de caballo crecen en praderas, campos y, en rara ocasión, bordes de caminos (pfaf.org, 2012; Quer, 1962; Neelesh, 2016). Prefiere lugares húmedos y con suelos arenosos (Quer, 1962).

Fenología:

Es posible distinguir dos ciclos vitales de la planta según sus partes morfológicas posteriormente descritas: por un lado, los rizomas, con un ciclo de vida perene como es propio del género Equisetum; y por otro, los tallos herbáceos, de ciclo de vida anual, terminándose durante el invierno (Neelesh, 2016; Quer, 1962).

Adicionalmente sus esporangios maduran durante primavera, comenzando entre los finales de marzo y los principios de abril (Quer, 1962; pfaf.org, 2012; Sandhu et al, 2010).

Composición química:

Al igual que su morfología, la composición química del Equisetum arvense L. es considerada como inusual (pfaf.org, 2012); pudiendo encontrar ácidos, glucósidos saponínicos, flavonoides, entre otros, como se desglosa a continuación (Quer, 1962).

Familia Compuesto químico
Ácidos Silícico

Oxálico

Málico

Equisético

Gálico

Glucósido saponínico Equisetonósido
Alcaloides Nicotina
Óxido Sílice
Ácidos fenólicos Apigenina 5-O-glucósido

Metil-esteres de protocatecuico

5-O- cafeoilshikímico

Ácido meso tartárico monocafeoil

Ácido meso tartárico dicafeoil

Flavonoides Quercetina

Isoquercetina

Quercetina 3-O-glucósido

Quercetina 3-O- (6″-O-malonilglucósido)

Kaempferol 3-O-glucosido

Terpenos 1,8 Cineol

Linalool

Timol

Alcanfor

Figura 2. Composición química del Equisetum arvense L. (Quer, 1962; Mabberley, 1997; García et al, 2012)

Adicionalmente podemos encontrar una amplia cantidad de tiaminasa presente en ambos tallos herbáceos de la planta (Sandhu et al, 2010; Mabberley, 1997; Ehrlich, 2015)

Usos farmacológicos:

Desde las épocas de la Antigua Roma, los tallos estériles de las colas de caballo han sido utilizados para tratar diferentes males, especialmente aquellos relacionados con el sangrado como puede ser el caso de las hemorragias, las úlceras sin sanar y algunas heridas profundas (Ehrlich, 2015). Existe también un amplio registro de su uso en la medicina folclórica europea para tratar inflamaciones, desordenes hepáticos, desordenes renales y enfermedades reumáticas (Quer, 1962; Sandhu et al, 2010).

Esto ha conllevado a diversos estudios en el campo de la farmacología, con el afán de entender y comprobar sus amplios usos.

Sin duda, uno de las virtudes más atribuidas a la cola de caballo, junto con el efecto coagulante atribuidos a su contenido en SiO2 y ácido silícico (pfaf.org, 2012; Vivancos et al, 2016), es el antinflamatorio. Administrado en forma de infusión, utilizando el tallo aéreo estéril de la planta (Quer, 1962). Estudios recientes realizados in vitro sobre las funciones linfocíticas primarias humanas, muestran que la administración de Equisetum arvense interfiere de con las funciones de las células T sin causar apoptosis en la misma, causando un efecto antinflamatorio (Gründemann et al, 2014).

Se han realizado, además, estudios sobre la capacidad antioxidante de la planta, mediante pruebas como la DPPH, ESR y la inhibición no radical; probando actuar como antioxidante, principalmente debido a su alto contenido en flavonoides y polifenoles (Qureshi et al, 2016; García et al, 2012).

Sus efectos en el sistema nervioso central (SNC) han sido también investigados. Aunque hayan sido realizados únicamente sobre roedores, la administración de un extracto hidro-alcoholizado de Equisetum arvense ha mostrado efectos sedativos y antiepilépticos prometedores (Dos Santos et al, 2005).

Toxicología:

El carácter nocivo de la planta es atribuido, por varios autores, a su contenido en tiaminasa (pfaf.org, 2012; Runyon, 2007; Ehrlich, 2015). Sin embargo, se ha reportado que la limpieza ardua de la planta, cambiando el agua de tres a cuatro veces para retirar las esporas y la cocción o el desecamiento de la planta, puede eliminar o disminuir el contenido de tiaminasa (pfaf.org, 2012). No obstante, se recomienda consumirla con moderación, evitarla durante el embarazo y procurar no combinarla con el uso de diuréticos, antinflamatorios o grandes cantidades de alcohol (pfaf.org, 2012; Runyon, 2007; Ehrlich, 2015).

Usos gastronómicos:

El uso gastronómico del Equisetum arvense data, al igual que el uso medicinal, de la época de los Romanos, quienes utilizaban el tallo herbáceo fértil como sustituto del espárrago, y el tallo herbáceo estéril seco para elaborar infusiones.

Estos usos, principalmente aquellos dados a los tallos fértiles de la planta como vegetales, son atribuidos, también, a las tribus indígenas de Columbia Británica en Estados Unidos (Turner, 1995).

Existe también registro del uso de los tubérculos desarrollados junto a los nódulos del rizoma como alimento recogido durante las hambrunas del siglo XIX, principalmente en Estonia (Łuczaj et al, 2012; pfaf.org, 2012), ricos en carbohidratos (Burrill et al, 1994) y consumidos crudos (pfaf.org, 2012).

Actualmente, el tallo herbáceo fértil es utilizado con regularidad en comunidades japonesas, conocido como tsukushi, ya sea frito en tempura (Hosking, 2014), o cocinado en una mezcla de vinagre con soja (Meuninck, 2013).

En cuanto a la Península se refiere, el uso de Equisetum arvense L. en la alimentación humana es considerado como limitado. Sin embargo, en las comunidades autónomas de Cataluña y Valencia, el uso de la cola de caballo como verdura es relativamente común; consumiéndose crudo, hervido y, más frecuentemente, enharinado y frito, paralelo al uso que se le da en Japón (Aceituno et al, 2014).

Así mismo, en Cataluña, la cola de caballo forma parte de la elaboración de algunos licores típicos elaborados con hierbas, como pueden ser las ratafías (Aceituno et al, 2014).

En BCulinaryLAB, al ser el área de Hierbas Silvestres una de las principales líneas de investigación se han distinguido y enlistado posibles aplicaciones gastronómicas según se desglosa a continuación.

Es importante resaltar que su uso debe proceder siguiendo las recomendaciones posteriormente mencionadas en la Toxicología de la planta.

Parte de la planta Usos
Tubérculos de rizomas Crudo (preferiblemente en láminas finas)

Cocinado, similar a tubérculos cotidianos (i.e. patata): hervido, frito, asado, etc.

Tallo estéril Seco: en infusiones, como espesante de sopas y caldos, como condimento.

Crudo: Pelado y usado como verdura

Tallo fértil Seco

Cocinado, como sustituto del esparrago.

Encurtido

Fermentado

Figura 3. Posibles aplicaciones gastronómicas del Equisetum arvense L.

Ejemplos de recetas

Colas de caballo en tempura

Ingredientes:

  • Colas de caballo (tallo fértil) fermentadas lácticamente (2% sal)
  • 100 gr Harina de trigo
  • 50 gr Harina de maíz
  • 2 gr Bicarbonato de sodio
  • Agua mineral con gas
  • Crème fraîche
  • Sal de tallos estériles
  • Aceite de girasol

Elaboración

Sal

– Deshidratar los tallos de estériles enteros a 40ºC durante 30 minutos en una estufa.

– Deshojar los tallos y moler las hojas con un mortero.

– Pasar por un colador fino para obtener el polvo más fino

– Reservar

Tempura

– En un bol, mezclar la harina de trigo, la harina de maíz y el bicarbonato. Tamizar

– Con una varilla, incorporar agua con gas hasta conseguir la textura de masa densa.

– Mantener siempre fría.

Colas de caballo en tempura

– Calentar el aceite a 180ºC en una olla.

– Introducir las colas de caballo en la mezcla de tempura, hasta cubrir en su totalidad.

– Freír. Retirar el exceso de aceite con papel absorbente.

-Presentar con crème fraîche y sal de equiseto.

Carrilleras de ternera y colas de caballo

Ingredientes

  • 3 ud. Colas de caballo (tallo fértil)
  • 50 gr Mantequilla
  • 60 gr Carrillera de ternera guisada
  • 60 gr Demi-glace de ternera
  • 2 ud. Tubérculos de rizoma
  • Flores de temporada (Cardamine hirsuta, Cardamine pratensis, Stellaria media)
  • Brotes de perejil

Elaboración

Colas de caballo fritas

– Derretir la mantequilla en una sartén. Calentar hasta que la mantequilla caramelice y se separe la materia sólida. Decantar para separar la materia sólida.

– En una sartén freír las colas de caballo con la mantequilla caramelizada hasta obtener un color dorado.

– Reservar

Carrillera glaseada

– Calentar el horno a 120ºC

– Colocar la carrillera previamente guisada y racionada en una gastronorm (o bandeja de horno).

– Cubrir la carrillera con una capa de demi-glace e introducir en el horno.

– Repetir la operación hasta conseguir el glaseado deseaso. Retirar del horno.

– Decorar con láminas de tubérculos de rizoma y flores.

– Acompañar con las colas de caballo fritas.

Colas de caballo encurtidas

Ingredientes

  • Colas de caballo (tallo fértil)
  • Vinagre de manzana

Elaboración

– Pesar las colas de caballo.

– Pesar la cantidad de vinagre 2 a 1, en relación al peso de las colas de caballo (el doble de vinagre que de colas de caballo).

– Introducir las colas de caballo en una bolsa de vacío, cubrir con el vinagre.

– Sellar al 90%.

– Reservar en frío.

Referencias:

Aceituno, L., Molina, M., Morales, R., Pardo de Santayana, M. (2014). Inventario español de los conocimientos tradicionales relativos a la biodiversidad. Madrid, España: Gobierno de España, 54-60. ISBN: 978-84-491-1401-4

Cramer, L., Ernst, L., Lubienski, M., Papke, U., Schiebel, H., Jerz, G., et al. (2015). Structural and quantitative analysis of equisetum alkaloids. Phytochemistry, 116, 269-282.

Dos Santos, J., Blanco, M., Do Monte, F., Russi, M., Lanziotti, V., Leal, L., et al. (2005). Sedative and anticonvulsant effects of hydroalcoholic extract of equisetum arvense. Fitoterapia, 76(6), 508-513.

Ehrlich, S.D. (2015). Horsetail. University of Maryland Medical Center. http://umm.edu

Garcia, D., Ramos, A. J., Sanchis, V., & Marín, S. (2012). Effect of equisetum arvense and stevia rebaudiana extracts on growth and mycotoxin production by aspergillus flavus and fusarium verticillioides in maize seeds as affected by water activity. International Journal of Food Microbiology, 153(1), 21-27.

Gründemann, C., Lengen, K., Sauer, B., Garcia-Käufer, M., Zehl, M., & Huber, R. (2014). Equisetum arvense (common horsetail) modulates the function of inflammatory immunocompetent cells. BMC Complementary and Alternative Medicine, 14(1), 283.

Hosking, R. (2014). A dictionary of japanese food: Ingredients & culture Tuttle Publishing.

Mabberley, D. J. (1997). The plant-book: A portable dictionary of the vascular plants Cambridge university press.

Marzocca, A. (1985). Nociones básicas de taxonomía vegetal Iica.

Meuninck, J. (2013). Basic illustrated edible wild plants and useful herbs Rowman & Littlefield.

Neelesh, T. (2016). Equisetum: habitat, structure and reproduction. Biology Discussion. http://www.biologydiscussion.com

Plants for a Future. (2012). Equisetum arvense L. Plants for a Future.  pfaf.org

Quer, P. F., & Davit, S. (1962). Plantas medicinales: El dioscórides renovado Labor.

Qureshi, M. N., Stecher, G., & Bonn, G. K. (2016). Quantification of polyphenolic compounds and flavonoids in achillea millefolium and equisetum arvense. Pakistan Journal of Pharmaceutical Sciences, 29(5)

Runyon L. (2007). The essential wild food survival guide. Wild Food Company.

Sandhu, N. S., Kaur, S., & Chopra, D. (2010). Equisetum arvense: Pharmacology and phytochemistry–a review. Asian Journal of Pharmaceutical and Clinical Research, 3(3), 146-150.

Turner, N. J. (1995). Food plants of coastal first peoples uBC Press.

Vivancos, J., Deshmukh, R., Grégoire, C., Rémus-Borel, W., Belzile, F., & Bélanger, R. R. (2016). Identification and characterization of silicon efflux transporters in horsetail (equisetum arvense). Journal of Plant Physiology, 200, 82-89.

Itinerario de Investigación en los Andes Peruanos III: Documentación de las hierbas silvestres de Mallqui (Ancash)

Resumen:

Dada la riqueza natural que se observó durante la convivencia en la comunidad de Mallqui (Ancash) (http://www.bculinarylab.com/es/entradas/itinerario-de-investigacion-en-los-andes-peruanos-ii), se realizó un registro de las hierbas silvestres encontradas con una plantilla que pudiera ser reproducible en futuras expediciones.

Durante el trabajo, debido a la dificultad para identificar las especies encontradas, se vio la necesidad de elaborar un manual en el que se establecieran prácticas de recolección, registro y documentación de hierbas silvestres, con el fin de estandarizar procesos. Para realizar este trabajo se contó con la colaboración de Camilo Díaz, biólogo etnobotánico de la Universidad Peruana Cayetano Heredia.

Introducción:

Como ya se relató en los anteriores post sobre el Itinerario de Investigación en los Andes Peruanos (http://www.bculinarylab.com/es/entradas/itinerario-de-investigacion-en-los-andes-peruanos-mater-iniciativa-bculinarylab; http://www.bculinarylab.com/es/entradas/itinerario-de-investigacion-en-los-andes-peruanos-ii), realizado bajo el marco del convenio establecido entre Mater Iniciativa y BCulinaryLab, se convivió durante tres semanas en la comunidad andina de Mallqui con el fin de investigar las riquezas culturales y naturales que pudieran ser de interés gastronómicos, mediante la cual, se pretendía poner el valor dicha región de Perú.

Durante la estancia se observó la riqueza natural que salvaguarda el paisaje andino, por lo que se consideró de gran interés documentar las plantas silvestres de la zona para estudiar así el potencial y valor gastronómico de las mismas. Este registro se plasmaría en la elaboración de un cuaderno plantilla que posteriormente se podría emplear en nuevas expediciones.

Materiales y métodos:

Esta etapa del proyecto tuvo lugar tanto, durante la convivencia en la comunidad,  cuando se anotaron los nombres comunes de las especies y se tomaron fotografías de las mismas; como a posteriori, cuando se llevó a cabo la identificación y selección de las plantas de interés.

En la primera parte, se emprendieron diversas expediciones que generalmente tenían lugar a primera hora de la mañana, momento el que se acompañaba a la señora Brito a realizar las tereas cotidianas en el campo, así como llevar las ovejas a pastar o recoger el pasto para los cuis. En el recorrido, María mostraba las especies comúnmente conocidas y los usos que se le daba. A continuación se tomaba una fotografía en campo y otra sobre fondo blanco. Durante la tarde, las fotografías se editaban y se guardaban registradas por su nombre común.

Se llegaron a establecer tres caminos notablemente diferenciados que permitieron encontrar mayor variedad de especies debido a la variabilidad de microclimas que se encontraban.

El primero (a), desciende hacía el río, el de menor altura; el segundo (b) lleva hacia las chacras, a media altura entre Mallqui y el río; y el último (c), cruza hacia la otra vertiente y queda a la altura del pueblo.

En los últimos días se realizó un repaso de estas especies junto con la familia Brito y se contrastó la información con otros habitantes de la comunidad.

De regreso a Lima, junto con Lidsay Brito y Camilo Díaz, se identificaron las especies que resultaron de mayor interés y se descartaron aquellas que no se pudo demostrar que fueran comestibles. Una vez identificadas por el nombre científico, se realizó el esquema de la ficha, completándose con la información necesaria.

Durante este proceso se encontró gran dificultad en la identificación de especies debido a la metodología que se siguió, pues para su previa identificación es necesario obtener muestras de la planta así como datos específicos que faciliten el trabajo. De modo que, para estandarizar y optimizar los procesos de futuras expediciones, se determinó fundamental elaborar un manual en el que se detallara un protocolo a seguir a la hora de recolectar hierbas no identificadas y que pudieran ser de interés para añadir a los catálogos.

Por un periodo de tres días se trabajó junto a un grupo de estudiantes de biología, tutorizados por el profesor y botánico Camilo Díaz S. de la Universidad de Cayetano (Lima), en unas prácticas de campo de recolección y registro de plantas en la provincia de Oxapampa, en el Departamento de Pasco.

Oxapampa se encuentra en una región cuyo ecosistema recibe el nombre de ceja de selva. Se caracteriza por situarse en medio entre la sierra y la selva, creando un único en el que habitan especias particulares y de gran interés botánico. (Instituto Geográfico Nacional del Perú, 1989)

 

Las plantas se llevarían, al finalizar el viaje, al laboratorio de la Universidad de Cayetano para su correcto secado, identificación y registro. Éste método permite posteriormente realizar un herbario y llevar a cabo su identificación o estudio más adelante, sin que el deterioro de su estructura interrumpa en el trabajo.

Resultados:

Manual de recolección de especies sin identificar

Cuaderno del registro de plantas silvestres andinas

Conclusiones y líneas futuras:

Finalizando esta etapa del proyecto se ha logrado elaborar un protocolo de registro de especies silvestres, tanto para realizar un catalogo de las hierbas de una determinada región, como para llevar a cabo la correcta identificación de especies no catalogadas previamente y que requieren ser identificadas para comenzar una documentación bibliográfica de la misma, fundamental para llevar a cabo la primera tarea.

La estandarización de dicho proceso permitirá transmitir con mayor facilidad dichos conocimiento a los nuevos integrantes del equipo de investigación, tanto de Mater Iniciativa, como de  BCulinaryLAB; y permitirá la reproductibilidad de dicho trabajo en otras regiones.

Este nuevo protocolo se puso en práctica durante el siguiente viaje emprendido al departamento de Cuzco, durante el cual se pudieron identificar especies silvestres empleadas en la industria textil como tintes, permitiendo abrir una nueva vía de investigación que sería continuada en la segunda parte del convenio entre Mater Iniciativa y BCulinaryLAB. En esta ocasión, vendría un miembro de este primer centro al Basque Culinary Center para completar el trabajo.

Referencias:

– Beltrán, H., & Benavente, M.Especies comunes de plantas de las vertienes occidentales del Perú. Lima: Museo de Historia Natural (UNSM).

– Brack Egg, A., & Mendiola V., C. (2000). Ecología del Perú. Lima: Bruño.

– Dr. Mostacero León, José [et al.]. (2011). Plantas medicinales del Perú. taxonomía, ecogeografía, fenología y etnobotánica. Surco: Asamblea Nacional de Rectores.

– Fernández-Alonso, J. L., & Rivera-Díaz, O.Las labiadas (familia labiatae). Bogotá: Instituto de Ciencias Naturales- Universidad Nacional de Colombia.

– Krenmayr, I., & [et al.]. (2000). Plantas en la cultura andina (1º ed.). Huancayo, Perú: CEPEDAS.

– Landrum, L. R. (2003). Berberidaceae. En C. Marticorena y R. Rodríguez [eds.], Flora de Chile Vol. 2(2), pp 1-23. Universidad de Concepción, Concepción

– León, B. e. a. (2006). El libro rojo de las plantas endémicas del Perú. Facultad De Ciencias Biológicas UNMSM,

– Marticorena, C. & M. Quezada. (1985). Catálogo de la Flora Vascular de Chile. Gayana, Bot. 42: 1–157.

– Monsalve, C., & Cano, A. (2005). Avances en el conocimiento de la diversidad de la familia brassicaceae en Ancash, Perú. Facultad De Ciencias Biológicas UNMSM,

– Shirley H. Kuo Keel. (1993). A New Species and a New Combination in Salpichroa (Solanaceae). Novon, 3(1), 46-48. doi:10.2307/3391418 Vilcapoma, G. (2007). Frutos silvestres (solanáceas) de la cuenca del río chillón, provincia de canta, Lima- Perú.

– Weberbauer, Augusto (1945) El mundo vegetal de los Andes Peruano.” Real Jardín Botánico de Kew, Herbario de la Universidad de Harvard y Herbario nacional Australiano

– Weberbauer, Augusto. Índice Internacional de Nombres de las Plantas (IPNI). Real Jardín Botánico de Kew, Herbario de la Universidad de Harvard y Herbario nacional Australiano

Usos gastronómicos del SCOBY de kombucha

Resumen:

La kombucha es una bebida refrescante obtenida de la fermentación del té (camellia sinensis) azucarado (10% azúcar (Sun, 2014)), con una colonia simbiótica de bacterias y levaduras (Dufresne, 2000).  Su origen tiene dos hipótesis.  La primera, lo sitúa en Manchuria (China), durante la Dinastía Tsin en el año 220 a.C. (Stevens, 2003); la segunda, sugiere que el origen fue en la antigua Rusia. Aunque no hay datos que puedan verificarlo, se sabe que esta bebida es conocida desde hace más de 2.000 años en China, Rusia, Filipinas, India, Corea, Japón y Java (Stevens, 2003).

El SCOBY (symbiotic culture of bacteria and yeasts) contiene diferentes tipos de bacterias, entre las que podemos encontrar: Acetobacterxylinum, A. xylinoides, gluconicum, Acetobacterketogenum, A. pasteurianum, Gluconobacterbluconicumy, entre otras (Wacher Rodarte, 1993). Éstas primeras, pertenecientes al género Acetobacter, hacen que su composición sea similar a la de la madre del vinagre. Algunos científicos defienden la idea que ambas son la misma (Hobbs, 15).Por otro lado pueden encontrarse también diferentes especies de levaduras, tales como Brettanomyces bruxellensis, Candida stellata,  Schizosaccharomyces pombe, Torulaspora delbrueckii and Zygosaccharomyces bailii. (Ai Leng Teoh, 2004).

El tiempo de fermentación oscila entre los 7 a 12 días a temperatura ambiente (Charkravorty et al., 2016), pudiendo variar en función del resultado que se quiera obtener, pues con el tiempo, el dulzor disminuye y aumenta la acidez. Se le adjudican propiedades desintoxicantes y beneficios para la mejora de la digestión y del sistema inmunológico, entre otros (Stevens, 2003).

Los productos de la fermentación son sacarosa y ácidos orgánicos. Las levaduras convierten la sacarosa en glucosa y fructosa durante el proceso, como subproducto de la fermentación  alcohólica (Blanc, 1996). Las bacterias acéticas convierten a continuación la fructosa en ácido acético y glucosa en ácido glucónico. Después de la fermentación el pH desciende a 2.6, marcando la maduración de la bebida (Shade, 2011). Si la fermentación no se detiene, la concentración de ácidos acético y glucónico continuaría creciendo (Shade, 2011).

Consumo de la bebida

Como ya se ha hecho referencia anteriormente, esta bebida ha sido tradicionalmente consumida  en China, Rusia, Filipinas, India, Corea, Japón y Java (Stevens, 2003). Sin embargo, no ha sido promovida en occidente hasta el último siglo. En Estados Unidos su popularidad no creció antes de la mitad de la década de los 90’s (Katz, 2012).

Hoy en día existe un gran número de empresas produciendo y comercializando esta bebida. Tanto así que de 2008 a 2009 las ventas en Estados Unidos se cuadriplicaron (Melnick, 2010)

Aunque tradicionalmente el medio líquido utilizado para la elaboración de  la Kombucha ha sido el té negro, organizaciones como Nordic Food Lab han elaborado bebidas a partir del mismo SCOBY que no contienen ninguna clase de té, logrando resultados organolépticamente interesantes. Se llevaron a cabo varias pruebas con diferentes frutas y otros vegetales, así como agua de hongos o zumo de zanahoria, siendo este último de gran interés habiendo sido fermentado sin la necesidad de azúcar adicional debido a los grados Brix del zumo de zanahoria inicial (Nordic Food Lab, 2011).

Aplicaciones gastronómicas en BCulinaryLAB

Para estandarizar la elaboración de la bebida a partir de la cuál se comenzó a trabajar en BCulinaryLAB, se partió de una receta estándar (Chen, 2000). Hay referencias de que  menores concentraciones de azúcar en la infusión benefician al crecimiento de la kombucha pero por cualidades organolépticas, se ha aumentado esta concentración en un tercio con respecto a la referencia inicial (Goh, W.N., 2012).

Receta base

1000ml de infusión de té (8g té/l de agua)
200ml de líquido de kombucha “starter”
25g SCOBY
120g de sacarosa

Otras variaciones

Para el inicio de variaciones no se agrega líquido estárter por cuestiones organolépticas, por lo que se le añade mayor cantidad de SCOBY.

Borras de café

1000ml de infusión de borra de café (90g borra de café/l de agua)
120g de sacarosa
50g SCOBY

Maíz

1000ml de infusión de maíz tostado (70g hojas de maíz y olote/l de agua)
120g de sacarosa
50g SCOBY

Coca

1000ml de infusión de hoja de coca (5,5 g hoja de coca/l de agua)
120g de sacarosa
50g SCOBY

Chuño

1000ml de infusión de chuño (65g chuño/l de agua)
120g de sacarosa
50g SCOBY

Resultados

Las bebidas obtenidas de las diferentes variaciones han resultado generalmente frutales aunque conservando siempre un matiz de la materia prima de la infusión: té (durazno), café (piña), coca (manzana), chuño (pera).

Usos tradicionales del SCOBY

Tradicionalmente el SCOBY responsable de la fermentación del té azucarado no ha tomado gran relevancia fuera del papel fermentativo.

Varias especies de bacterias y cianobacterias producen celulosa extracelular; Acetobacter, Komagataeibacter, Agrobacterium, Aerobacter, Azotobacter, Rhizobium, Sarcina, Enterobacter, Escherichia, Salmonella, Klebesiella, Gluconobacter (Gama, 2016); razón por la que la madre de kombucha adquiere esta estructura.

Existen otros tipo de fermentaciones en las que ocurre un hecho similar, como en el caso de la “nata de coco”, el SCOBY responsable de la fermentación del agua de coco (Katz, 2012). Al igual que en la kombucha, las bacterias del género Acetobacter y Gluconobacter tienen un importante papel en el proceso, generando una estructura de celulosa en la superficie del líquido. Sin embargo este es un caso particular en el que es el SCOBY el que se emplea de forma tradicional.

En Filipinas, donde este fenómeno tiene lugar, se cultiva el SCOBY en leche agua de coco azucarada con el fin de obtener esta estructura de celulosa para después ser cocida en almíbar y ser consumido como un dulce (Chinte-Sanchez, 2008).  Una de las peculiaridades de la obtención de la nata de coco es que necesario partir de un ph inicial más bajo para la formación del SCOBY, en un rango de 3,5 a 4 (Gossele and Swings, 1984).

Otras aplicaciones

En test de laboratorio se ha demostrado que la nanocelulosa podría ser de gran utilidad  como material para la creación de nuevos tejidos (Turbak, 1983).

Recientemente, Suzzane Lee, “research fellow” en el Central Saint Martins College of Art and Design; directora de The BioCulture Research Project; y Jefe creativa en Modern Meadow; realizó un proyecto de investigación sobre el uso del SCOBY de la kombucha como tejido para confeccionar ropa. Ha presentado su trabajo en varias revistas de moda y tecnología; y en la plataforma TED (https://www.ted.com/talks/suzanne_lee_grow_your_own_clothes?language=es?utm_source=tedcomshare&utm_medium=referral&utm_campaign=tedspread).

También ha sido demostrado tener gran utilidad en la preparación de comidas bajas en calorías, en cremas batidas, coberturas de tartas, aliños y salsas (Turbak, 1983).

Aplicaciones gastronómicas en BCulinaryLAB

Se han realizado distintas pruebas de curado en azúcar del SCOBY, notándose la capacidad de absorción del medio y  el cambio en la textura del mismo, suavizándose con el transcurso del tiempo. Para aromatizar el SCOBY se prepara una mezcla de azúcar con el saborizante liofilizado.

Uso contemporáneo en gastronomía

A pesar del resultado de los estudios realizados con este material, el uso del SCOBY como elemento gastronómico ha sido poco extendido.

Sin embargo la posibilidad de su uso ya fue mencionada por Sandor Katz en su obra “The Art of Fermentation”, cuya primera edición fue publicada en 2012. Sandor sugiere emplear el SCOBY de kombucha de la misma manera en la que en Filipina se emplea la “nata de coco”.

Desde 2016, el SCOBY de la kombucha se ha convertido en uno de los ingredientes principales de dos elaboraciones del restaurante Mugartiz, Errenteria (Gipuzkoa) (https://www.mugaritz.com/). Una de ellas, elaboración salada, simula una pasta; la segunda, elaboración dulce, simula un Candy de fresas.

Nuevas líneas de investigación

Desde BCulinaryLAB ya se había empleado la fermentación de la kombucha en alguno de los proyectos de investigación. Entendido como una técnica, se usó para el aprovechamiento de residuos. En este trabajo, se elaboró una bebida carbonatada a partir de las borras de café que se descartaban en la cafetería de la Universidad Basque Culinary Center.

Recientemente, se comenzó a estudiar la comestibilidad del SCOBY, su momento óptimo de consumo y las posibilidades gastronómicas del mismo como ingrediente. Se pusieron en marcha la fermentación de kombuchas con el único objetivo de hacer crecer un SCOBY para probar su textura y sabor, dependiendo de la edad y del líquido fermentado.

Dado que los resultados fueron favorables, se decidió emprender un proyecto específico para analizar en detalle qué características favorecen las cualidades organolépticas del SCOBY. Actualmente se está llevando a cabo la redacción de un articulo científico en el que se describiría la relación entra las cualidades reológicas y las cualidades organolépticas del SCOBY en función del tiempo en condiciones estables de temperatura, grados Brix y concentración de infusión de té.

Referencias

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Protocolo de fermentación para producción de Koji

Objetivo

Este protocolo tiene como objetivo estandarizar el proceso de producción de Koji a través de la definición y descripción de:

  • los materiales utilizados para su producción
  • las diferentes fases del proceso
  • los parámetros implicados durante el proceso
  • las correlaciones entre los parámetros del proceso y la producción enzimática
  • análisis de tipo teórico sobre los riesgos toxicológicos del proceso.

Se busca optimizar el proceso considerando el crecimiento del hongo, con el fin de obtener el máximo crecimiento de micelio, la máxima producción enzimática, evitar la contaminación bacteriana durante el cultivo del hongo y en los materiales empleados y  prevenir la inactivación de las enzimas producidas.

Introducción

El koji es un ingrediente muy importante en la tradición alimentaria en el sudeste asiático y en asia oriental, constituye el primer paso en la producción de alimentos fermentados como la salsa de soja, el miso, el mirin, el sake o el amazaké.  Su  producción se basa en la inoculación de un substrato de granos (ricos en carbohidratos y proteínas) con Aspergillus oryzae, el cual realiza un proceso fermentativo con la consecuente producción de enzimas  extracelulares (amilasas y proteasas) que tienen la capacidad de hidrolizar macromoléculas  como el almidón, dextrinas y proteínas, convirtiéndolas en carbohidratos más simples, péptidos o aminoácidos. La producción enzimática es una característica fundamental del proceso y es la actividad de estas enzimas sobre diversos substratos, lo que convierte al Aspergillus oryzae en la primera etapa de múltiples elaboraciones y fermentaciones.

Agente

El microorganismo responsable de la fermentación en el  proceso de producción de Koji  es  el Aspergillus oryzae, es un hongo filamentoso con  la capacidad de excretar, en grandes cantidades, diferentes enzimas  hidrolíticas. La capacidad de secretar proteínas al medio, se potencia si el cultivo se realiza en un medio sólido comparado con un medio sumergido (Biesebeke et al. 2002). Los dos principales metabolitos primarios secretados por el Aspergillus Oryrzae son la α-amilasas (endo-1,4- α -d-glucanglucohydrolase EC 3.2.1.1) y las proteasas (Chancharoonpong et al. 2012).

La α-amilasa realiza una hidrólisis random de los enlaces  α-1,4 en la cadena lineal de las macromoléculas de almidón. De su acción se obtienen dextrinas y cadenas cortas constituidas por glucosa. De este modo la amilasas encuentra particulares aplicaciones en la industria de alimentos, textil y en la industria del papel.

En relación a las proteasas, estas son clasificadas en función de su acidez en ácidas, neutras y alcalinas según el pH en cual tienen la máxima actividad. Las proteasas neutras son unas de las más importantes en la industria de alimentos ya que tienen la capacidad de hidrolizar los enlaces peptídicos a pH neutro reduciendo la amargura (Sandhya C. et al. 2005). Las proteasas ácidas están presentes en la mayor parte de aplicaciones del koji donde el pH es ácido.

Medio de cultivo

El medio de cultivo  puede ser  constituido por diferentes cereales (trigo, arroz, cebada, ect) los cuales presentan una composición de macromoléculas bastante similar Tabla 1.  La fermentación en cuestión se realiza en un medio sólido. Este tipo de medio es muy beneficioso para el crecimiento del hongo debido al bajo contenido de agua (40-60%), permitiendo la penetración de los micelios del hongo a través del substrato sólido. Por otra parte, la baja humedad en un medio de cultivo sólido,  hace que  los microorganismos adquieran la capacidad de producir metabolitos (deseados en el caso de la producción de Koji), que en medio líquido no serían  producidos. (Biesebeke et al. 2002).

Al considerar diferentes cereales como substrato, no hay diferencias significativas respecto a la producción enzimática. Sin embargo, el substrato de trigo permite  la máxima producción, a nivel de expresión génica, de enzimas hidrolíticas específicamente α-amilasas (Maeda et al., 2004). Como evidencian los estudios de (Machida et al., 2008) el A. oryzae en un terreno de cultura sólido constituido por trigo es capaz de producir cerca de  50 g de α-amilasas por kilo de trigo.  Otros terreno de cultivo  a base del arroz favorecen la producción de proteasa (Chutmanop et al., 2008).

Trigo
Proteína 15%
Grasa 6%
Carbohidratos 79%
Cebada
Proteína 13%
Grasa 6%
Carbohidratos 81%
Arroz
Proteína 8%
Grasa 4%
Carbohidratos 88%

Tabla 1. Datos del trigo. Fuente: Bedca  (Base de Datos Española de composición alimentaría)

Parámetros

Los parámetros fundamentales durante los procesos de fermentación son:

  • Humedad del substrato
  • Temperatura
  • Tiempo

Entre los parámetros antes mencionados no se encuentra el pH, ya que dicho parámetro en la producción de Koji no resulta un parámetro crítico  en la producción enzimática (amilasas y proteasas), si el intervalo de trabajo  es cercano a la neutralidad (pH 5,5- 7,5) como lo indica (Francis et al., 2003) y (Sandhya et al., 2005).

Por su parte la concentración de Aspergillus en el medio se fija a 10 esporas/g DS en el medio.

Es necesario mencionar que las condiciones óptimas de crecimiento del hongo, no corresponden  con las condiciones óptimas de producción enzimática. Por este motivo  para definir las condiciones se tienen  que considerar tres protagonistas en la producción del koji: el Aspergillus oryzae, α-smilasas y proteasas (neutras y ácidas). Las condiciones de producción óptimas resultan las condiciones en las cuales se permite el crecimiento del microorganismo y maximizan la producción de los metabolitos primarios de interés.

Otro aspecto importante radica en el hecho de que las amilasas y la proteasas son producidas en fases diferentes  del crecimiento del microorganismo. Por una parte, las amilasas son excretadas  al inicio del proceso metabólico (0-18h) puesto que son enzimas necesarias que permiten la disponibilidad de alimento (carbohidratos simples) para el  microorganismo (Chutmanop et al., 2008). Las proteasas, por su parte, son producidas en una segunda fase (18-48h) cuando el microorganismo ya ha crecido suficientemente y ha consumido los carbohidratos disponibles en el medio de cultivo (Chutmanop et al., 2008).

Humedad inicial

En los procesos fermentativos en estado  sólido, la humedad inicial del substrato es un factor crítico en el crecimiento del hongo y en la producción  enzimática. La presencia de agua en el sustrato hace que los nutrientes sean más  accesibles para el hongo, favoreciendo su crecimiento. Un exceso de la humedad del sustrato  afecta a la difusión del oxígeno en el medio reduciendo la porosidad, haciendo que las partículas se peguen entre si afectando negativamente a la transferencia de oxígeno al  hongo, y por consiguiente al crecimiento del microorganismo. Por otra parte, una disminución de la porosidad impide la disipación de calor, favoreciendo  un incremento de la temperatura durante la primera fase en donde hay una respiración muy activa. Una temperatura elevada (superior a 45ºC) puede matar el microorganismo.

Por su parte una baja humedad del sustrato reduce los valores de agua libre hasta niveles que no favorecen el  crecimiento del hongo.

Durante el proceso fermentativo, en especial durante la fase de crecimiento del microorganismo, se evidencia una actividad respiratoria del mismo elevada con consecuente  producción de CO2 y agua,  que se traduce en un aumento de humedad. Sin embargo después de esta primera fase de crecimiento el metabolismo de hongo disminuye su cinética y se presenta una reducción en la humedad de medio (Chancharoonpong et al. 2012).

Las condiciones óptimas de humedad para crecimiento del hongo, no  corresponden  con las condiciones óptimas de producción enzimática (Tablas 2).

Estado Humedad % subtrato
Crecimiento Aspergillus oryzae 40 a
Producción α-amilasas 70 a
Producción proteasas neutras 35 c

Tablas 2. Condiciones de Humedad óptima del sustrato para el crecimiento del Aspergillus oryzae, α-amilasas y proteasas neutras.  Fuente: a. Narahara et al, 198 , b.  Francis et al., 2003, c. Narahara et al, 1982

La humedad  inicial óptima  del medio de cultivo es 50-55%.  Esta humedad favorece el crecimiento del microorganismo y la producción de amilasa en las primeras horas de proceso. Considerando la disminución de la humedad durante la segunda fase metabólica, la humedad del medio resulta muy cercana a la humedad óptima para la producción de proteasas.

Figura 2: perfil del pH y de la humedad en el tiempo: Fuente (Chancharoonpong et al. 2012)

Temperatura

La temperatura resulta un parámetro fundamental en el desarrollo de los parámetros biológicos, ya que determina los efectos de la desnaturalización de las proteínas, la inhibición enzimática, y  la activación o supresión de la producción de metabolitos.

Al igual que con la humedad del medio de cultivo, la temperatura óptima de crecimiento del Aspergillus oryzae, difiere de la temperatura óptima de producción de  α-amilasas y proteasas (tabla 3)

Estado T Optima ºC
Crecimiento Aspergillus oryzae 38 a
Producción α-Amilasas 30-35  b
Producción Prótesis 25-30 c, d

Tablas 3. Condiciones de temperatura óptima del sustrato para el crecimiento del Aspergillus oryzae, α-amilasas y proteasas neutras.  Fuente a.  Narahara, H. et al, 198 , b.  Francis. et al., 2003, c.  Chutmanop et al., 2008, d. Narahara. et al, 1982

Por este motivo durante el proceso de producción de Koji es oportuno utilizar dos temperaturas a lo largo del proceso. Una temperatura en la fase inicial (0-18h)  de 32ºC, para favorecer el crecimiento del Aspergillus y la producción de amilasas y  otra temperatura en la fase de producción de proteasas (18-48h) de entre 25-30ºC.

El parámetro de la temperatura puede verse afectado si no tenemos en cuenta que durante la primera fase  de este proceso (0-18 h), como consecuencia de la actividad metabólica (respiración con consecuente liberación de energía térmica) se produce un aumento de la temperatura.

Por lo tanto sería oportuno durante la primera fase,  fijar el SP (set point) de temperatura en 32ºC. Esta temperatura aumentará  6ºC por el calor emitido por la actividad metabólica y por consiguiente se trabajara en un rango de temperatura de entre 32ºC y 38ºC, rango óptimo para el crecimiento microbiológico y para la producción de amilasas.

Tiempo

La producción de koji debe tener un tiempo máximo de 48 h, ya que la máxima producción de proteasas se alcanza después de 48h, acto seguido entra en una fase decreciente (Chancharoonpong  et al. 2012).

Por otra parte después de 50 h el Aspergillus oryzae, inicia la producción de metabolitos secundarios entre los que se encuentran el ácido Kojico, ácido ciclopiazónico, Maltorizina, ácido 3-Nitropropiónico, los cuales son tóxicos (Blumenthal, 200).

a)

b)

Figura 4. a) Temperatura y humedad de Set point (SP) en la producción de Koji. En términos de humedad del medio solo se considera la humedad inicial del medio a 55%.   Considerando la temperatura se establecen dos SP de temperatura  en función del tiempo.  Tiempo 0-18h de Temperatura SP= 32ºC y tiempo de 18-48h de   Temperatura SP=25ºC. b) Tendencia de la actividad enzimática de las proteasa y amilasa en función del tiempo. Fuente: Chutmanop  et al., 2008.

Figura 5. Descripción de las condiciones  tiempo y temperatura de crecimiento óptimo de Aspergillus oryzae y  producción de α-amilasas y proteasas. 

Materiales y Método

Materiales:
  • 1kg de Cereal (cebada, trigo o arroz).
  • 2 g Esporas de Aspergillus oryzae.
  • Horno o estufa con control de temperatura y conservador de humedad.
  • Paños limpios esterilizados
  • Recipiente rectangular plástico.
  • Termómetro.
  • Alcohol para desinfección de los materiales y equipos.
  • Guantes propileno
Método tradicional de la preparación del  Koji:

La preparación del Koji sigue las siguientes fases:

  • Remojo
  • Cocción (vapor)
  • Enfriamiento
  • Inoculación
  • Incubación

Los pasos de preparación se describen a continuación:

1. Remojar el cereal durante 12 h mínimo. Para el remojo se utiliza agua para favorecer que el grano se ablande.

2. Cocinar el cereal en un horno a vapor  100ºC durante 90 minutos utilizando una bandeja perforada filmada.

3. Una vez el cereal se ha enfriado (35-30ºC), esterilizar las manos con alcohol, ponerse guantes y verter el cereal en un contenedor hermético creando un estrato de aproximadamente 2 cm de espesor.

4. Preparar un paño, esterilizado caliente, húmedo y escurrido para cubrir el koji.

5. Cuando el salvado ha llegado a una temperatura de 35ºC y se ha dispuesto el cereal en una bandeja con las esporas de A. oryzae en polvo y se mezcla bien en modo de cubrir todos los granos.  A continuación se cubre el todo con el paño antes preparado.

6. Poner en una bandeja en la incubadora con control de temperatura a  32ºC. Consideraremos ahora tiempo 0 en la fermentación.

7.  Después de 18h (t=18h), se retira la bandeja y se mezcla  el koji para airear y asegurar una distribución uniforme de las esporas. Debe comenzar a oler afrutado y fragante.  Rehumedecer el paño, cubrir nuevamente. Cambiar el set point de la temperatura del horno a 25ºC. A este punto se introduce el recipiente en la incubadora nuevamente.

8. Al t=24h mover nuevamente el koji. Volver a introducir el recipiente ala incubadora con el paño humedecido.

9. Al t =30h, se mezcla  por la última vez el koji, Se humedece de nuevo el paño  y se introduce el recipiente en la incubadora.

10.  Después de 36h el micelio ha cubierto completamente  los granos  y se encuentra completamente mezclado con el substrato. En  este periodo se evidencia la producción de proteasas.

11. A las 48 h retirar el koji de la incubadora.

Evaluación Toxicológica

Durante la fermentación Aspergillus oryzae además de la producción de amilasas y proteasas,  se producen metabolitos secundarios muchos de los cuales pueden ser tóxicos: ácido kojico, ácido ciclopiazónico, maltorizina, ácido 3-Nitropropiónico entre otros. Sin embargo, como es declarado por Environmental Protection Agency (EPA), 1997b en su documento de decisión final, bajo las condiciones usuales de cultivo, la cepas comercializadas de Aspergillus oryzae no parecen  producir micotoxinas  a niveles significativos. Esta afirmación es confirmada por diferentes estudios científicos (Kusumoto, K. I.et al., 1998; Kusumoto, K. I.et al., 2000; Liu and Chu, 1998; Watson et al., 1999; Wei and Jong, 1986) en donde se afirma que los genes del A. oryzae responsables de la biosíntesis de aflatoxinas estas desactivados.

Por otra parte, la producción de ácido ciclopiazónico no se verifica con  tiempos de inoculación de A. oryzae inferiores a 50h como lo evidencia Goto et al. 1987. El  tiempo de inoculación descrita en este método, es  de 48 h por lo tanto,  se puede concluir que no habrá producción de este metabolito.

Por su parte, la producción de maltorizina depende de la composición del substrato y en el caso de producción de koji utilizando arroz, cebada,  trigo o maíz, no se verifica la producción de este compuesto (Blumenthal, 2004).

En cuanto al ácido kojico, fue demostrado por  Burdock et al, 2001 que no presenta un peligro para la salud humana en las concentraciones producidas durante la fermentación producida por Aspergillus oryzae.

Conclusiones

La producción de koji es un proceso fermentativo, a partir del crecimiento de Aspergillus oryzae en un substrato sólido, formado por cereales ricos en carbohidratos y proteínas, que tiene como objetivo  la producción de amilasas y proteasas.  Teniendo en cuentas que estos dos tipos de enzimas son secretadas en fases diferentes del proceso, se proponen finalmente  los siguientes parámetros para maximizar la producción de las dos enzimas: humedad inicial del medio 50-55 %; temperatura en las primeras 18h de proceso de 32ºC y temperatura en la segunda fase del proceso (18h-48h) de 25ºC; un tiempo de crecimiento máximo de 48h.

Se concluye  que el proceso de producción de Koji,  siguiendo las indicaciones presentadas en este estudio,  no  conlleva  la producción de sustancias tóxicas como aflatoxinas y otros metabolitos secundarios tóxicos.

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